海洋堆積物中のマイクロプラスチックを同定するための初期スクリーニング法の提案

Jan 07, 2024

Scientific Reports volume 11、記事番号: 20651 (2021) この記事を引用

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メトリクスの詳細

マイクロプラスチックと呼ばれることが多い海洋ゴミは、海洋環境、特に堆積物に広く分布しており、汚染物質を濃縮し、バイオフィルムを形成し、海洋堆積物に沈むため、環境危険物として認識されています。堆積物中では底生生物によって摂取され、より高次の食物連鎖レベルに悪影響を与える可能性があります。この研究では、さまざまな堆積物画分中のマイクロプラスチックを特定するための新しいプロトコルが開発されました。このプロトコルは、通常の地質工学的/地質学的試験方法に基づいてふるい分けと染色を組み合わせたものです。ふるい分けプロセスは従来の粒度分布試験から派生し、染色プロセスには非毒性の染料が使用されました。このプロトコルは、従来の地質学的/地質工学的試験装置を使用するだけなので、安全かつ簡単に実行できます。新しいプロトコルは、汚染された堆積物からのさまざまな種類とサイズのマイクロプラスチック粒子を染色して分類するために首尾よく採用されました。この安全で使いやすく効率的なプロトコルは、堆積物中に存在するマイクロプラスチックを研究するための新しい代替アプローチの基礎として機能し、地質工学/地質工学の技術者に馴染みのある基本的な材料を使用して実行できます。

国連が「持続可能な開発のための2030アジェンダ」に挙げた17の持続可能な開発目標（SDGs）は、科学界にこれらのテーマへの理解を促進するよう促しています。 SDG #14 には、海洋ゴミを含む海洋生態系に配慮した目標が含まれています。マイクロプラスチックに分類される海洋ゴミの 1 種類は、海面に浮遊したり、深海底に堆積したり、海岸線に漂着したりして、海洋生物相に環境リスクをもたらします 1,2。これらのマイクロプラスチックは、有機化合物、残留性有機汚染物質 3,4、微量元素 5,6 などの有毒化学物質を濃縮する可能性があり、堆積物による生態毒性リスクをさらに高める可能性があります。これまでの研究では、マイクロプラスチックが浅いところから深いところまで海底に広く堆積していることが報告されている。ウッダルら。深海底の堆積物には、長さ 2 ～ 3 mm、直径 0.1 mm 未満のマイクロプラスチックが含まれていると報告しています7。アロマーら。浅い堆積物には直径 0.063 mm から 2 mm 以上のマイクロプラスチックが含まれていると報告しました8。マイクロプラスチックはそのサイズが小さいため、動物プランクトンによって摂取され、食物連鎖のより高いレベルに移動し、それによって海洋生態系に有害になります3,9。 SDG #14.2 は、海洋堆積物に存在するマイクロプラスチックの破片によって引き起こされる環境への影響の評価を含む、健全で生産的な海洋の実現に焦点を当てています。

マイクロプラスチックは、その発生源に基づいて 5 つのカテゴリに分類されます: (1) 洗顔料などの直接製造 10、(2) 海洋環境に曝露されて劣化した細分化または断片化された大きなプラスチックの破片 11、(3) 衣類の洗濯物から出るマイクロファイバーおよび織物 12 、13、(4) 車のタイヤから放出される合成ゴム粒子14、(5) 食品容器などの使い捨てプラスチック製品や、新型コロナウイルス感染症のパンデミックによる外科用フェイスマスクの生産と使用の増加15。マイクロプラスチックは、人口密度の高い沿岸地域の堆積物を汚染する可能性があります9。ポリエチレン (PE)、ポリプロピレン (PP)、ポリスチレン (PS)、ポリアミド (PA) などのマイクロプラスチックは河川堆積物によく見られ 16、PP、PE、ポリ塩化ビニル (PVC) は海洋堆積物に豊富に含まれます 11。 PE、PP、PSは、密度が低いなどの物理的特性により、海面に広がりやすい工業製品です。さらに、粘土などの天然粒子と結合すると、バイオフィルムを形成する可能性があります。バイオフィルム内のマイクロプラスチック上に微生物が蓄積すると、微生物の密度が増加し、垂直輸送が加速され、底質堆積物に沈む可能性があります17。

100 °C condition. These results suggest that the staining temperature can affect the staining intensity and be used to roughly classify the plastic species. The possibility of roughly classifying plastic species only based on their staining temperature (60 °C, 80 °C, and > 100 °C) without a chemical analytical machine is one of the advantages of the proposed method./p> 2 mm (mean [D50] = 1.16 mm). Figure 6A shows the particle distribution curve from dredged sediments and Toyoura sand (Japanese standard sand). The particles in the dredged sediments are larger than those in Toyoura sand (ranging from 0.1 to < 1 mm) possibly because the sediments at Shin-Minato port originated from oyster shells and other human-related wastes and are likely to contain a wider range of microplastics/fibers. The red color staining solvent stained the large microplastic particles (> 5.0 mm) in the sieved sediment sample (Fig. 6B). Many large particles are mixed with crushed shells coated with small substances such as clay or biofilms. The results of the staining of air-dried sediments (fractions 1–6) using our proposed method are shown in Fig. 7. The staining process generated small particles from substances coating the sample surface, which generally made the samples turbid and identification of the microplastics difficult. However, despite this turbidity, the proposed method can be used to easily identify plastics sized > 5 mm that are mixed with shiny materials such as shells (Fig. 6B)./p> 2 mm, photographed using an anα5100 Sony camera, (B) fraction 2, particle size 0.85–2 mm, (C) fraction 3, particle size 0.42–0.85 mm, (D) fraction 4, particle size 0.25–0.42 mm, (E) fraction 5, particle size 0.106–0.25 mm, and (F) fraction 6, particle size < 0.106 mm./p> 2.0 mm) could be visually identified and were photographed using a normal camera (α5100 Sony, Japan). Microplastics in this fraction originated from fragmented debris of daily necessities, such as medical press through pack sheets and styrene foams. To observe the particles of fractions 2–6 (Fig. 7B–F), a microscope (BHM series, Olympus Japan) with a charge-coupled device camera (EL310, Wraymer) was used. These fractions mostly contained small-sized particles such as fiber dust and crushed materials from daily waste and were detectable after staining (Fig. 7B–E). The particles of fraction 6 (< 0.106) were cube-shaped and stained red (Fig. 7F). The source of these small particles was identified as contamination from self-precipitated crystals from the staining solvent solution and was separate from the original microplastics or microfibers from the sediment./p> 100 °C) without a chemical analytical machine is one of the advantages of our proposed method./p> 100 °C for PP and PS. In the second experiment, a heat block (dry bath) machine (HDB-2N, As one, Japan) set to three temperature conditions was used to heat the samples for 20 min./p> 2.0 mm, (2) 0.85–2.0 mm, (3) 0.42–0.85 mm, (4) 0.25–0.42 mm, (5) 0.106–0.25 mm, and (6) < 0.106 mm. Three replicates were analyzed from each fraction. Fraction 1 (> 2.0 mm) was rinsed with tap water and placed in a 50-mL glass beaker. The beaker was filled with staining solvent to cover the top of the sample and was kept at 105 °C for 20 min. The applicability of the proposed method was validated by analyzing stained samples from fractions 1 and 2 using ATR-FTIR analysis (Nicolet Summit, ThermoFisher), and the plastic species were confirmed. In ATR-FTIR, an infrared spectra database is used to accurately determine the type of plastic43./p>

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